Serratia marcescens, Pseudomonas spp. y otras bacterias contaminantes de soluciones antisépticas y desinfectantes: Detección mediante cultivos convencionales; detección molecular (PCR); Identificación (secuenciación); Comparación epidemiológica molecular por MLST (Multilocus Sequence Typing).

Información 28-02-2019.

Serratia marcescens y Pseudomonas spp. son bacilos gramnegativos que puede formar parte de la microbiota humana a nivel intestinal, pero que también se encuentra en ambientes húmedos pobres en nutrientes, como suelos y aguas, incluso de los hospitales. Su afinidad por entornos húmedos hace que se puedan encontrar en lavabos y tuberías. Suelen formar biofilms (biocapas), lo que les permite persistir, incluso en condiciones desfavorables, durante días a meses, en grifos para lavado de manos, líquidos para administración intravenosa, equipos instrumentales (equipos de ventilación mecánica), soluciones de antisépticos o desinfectantes, jabones de manos, e incluso en champú para bebés. Además, pueden encontrarse colonizando el tracto gastrointestinal y la piel del personal sanitario.

Los antisépticos son sustancias antimicrobianas que se usan en la piel y la mucosa para reducir la colonización bacteriana. Actualmente, el uso principal de antisépticos en instituciones de salud está destinado a la limpieza de manos, preparar la piel de los pacientes antes de la cirugía, eliminar los microorganismos de las manos y los antebrazos del equipo quirúrgico y preparar a piel en algunos procedimientos invasivos como la punción venosa central y arterial, el cateterismo vascular y vesical, entre otros, donde se rompen las barreras de defensa normales cutáneo-mucosas del individuo.

Las informaciones recogidas en la literatura científica sobre productos antisépticos infectados por contaminación microbiológica son motivo de preocupación para el control de infecciones relacionadas con la atención médica, porque estas contaminaciones han sido la causa de brotes de infecciones hospitalarias, en ocasiones graves. A pesar de las incertidumbres con respecto a la resistencia de algunas especies de bacterias a los biocidas, las concentraciones que se utilizan actualmente en los servicios de salud son considerablemente más altas que la concentración mínima inhibitoria (MIC) de las bacterias capaces de crecer en las soluciones antisépticas.

La contaminación de los antisépticos puede producirse por dos mecanismos diferentes: 1) intrínseco cuando sucede durante el proceso de fabricación, y 2) extrínseco, cuando se introducen microorganismos en el antiséptico durante su utilización. La contaminación extrínseca es la forma más frecuente y puede suceder cuando se diluye el producto con agua de red contaminada para preparar las soluciones del desinfectante, del mismo modo que cuando no se preparan las diluciones con las técnicas de asepsia apropiadas o cuando se utilizan envases que se encontraban previamente contaminados. Además, en el caso de S. marcescens o Pseudomonas spp., su capacidad de producir biofilms o biocapas hace que pueda sobrevivir y persistir en presencia de altas concentraciones de algunos antisépticos como clorhexidina.

Los errores más frecuentes incluyen el uso de soluciones sobre diluidas, el uso de productos obsoletos, el uso de agua del grifo para diluir el antiséptico, el rellenado de dispensadores de pequeño volumen a partir de envases de gran volumen y la selección inadecuada de un producto apropiado (por ejemplo, el uso de un desinfectante de bajo nivel en lugar de un desinfectante de alto nivel para desinfectar un endoscopio). Debido a que se han producido múltiples brotes por el llenado de dispensadores de pequeño volumen a partir de envases de gran volumen, los contenedores de pequeño volumen deben usarse hasta que estén completamente vacíos, es decir, no rellenar los envases sin un cuidado previo, sino que deben enjuagarse previamente con agua estéril, y dejar secar al aire antes de que volver a llenarse.

Un elemento crítico de la desinfección cutánea es la limpieza previa para eliminar el material proteico y las biopelículas para permitir que el antiséptico logre una inactivación microbiana adecuada ya que en caso contrario el espesor del material celular y extracelular que se acumula en las superficies, es decir, las biopelículas, pueden proteger a los microorganismos de las acciones microbicidas de los antisépticos y desinfectantes. Como ejemplo, las bacterias que crecen en una biopelícula pueden ser hasta 1.500 veces más resistentes a los germicidas que las mismas bacterias crecidas en cultivos líquidos, por lo que la limpieza previa inadecuada de los dispositivos médicos puede dificultar la inactivación microbiana por los antisépticos o desinfectantes. 

Manifestaciones clínicas

Estos reservorios pueden ser la fuente de brotes de infecciones nosocomiales, como bacteriemias, neumonías, infecciones de heridas quirúrgicas e infecciones del tracto urinario. Estas infecciones afectan con frecuencia a pacientes ingresados en Unidades de cuidados intensivos y en unidades neonatales. Los brotes nosocomiales en adultos suelen asociarse con la colonización de las vías respiratorias y urinarias. Clínicamente, las bacteriemias se presentan con mayor frecuencia en pacientes inmunocomprometidos por tratamientos inmunosupresores o por enfermedades sistémicas como diabetes, neoplasias e insuficiencia renal crónica.

Las manifestaciones clínicas de los brotes provocados por el uso de antisépticos contaminados varían desde infecciones localizadas en el punto de aplicación de la solución antiséptica hasta infecciones sistémicas graves por la penetración y diseminación de la bacteria contaminante desde el punto de entrada donde se aplicó el antiséptico.

Los catéteres venosos son utilizados en muchos tipos de pacientes con infusión de soluciones intravenosas o sometidos a hemodiálisis. La aplicación de una solución aséptica para el manejo de catéteres tunelizados está recomendada para disminuir los riesgos en pacientes con este tipo de catéter. La morbilidad y mortalidad asociadas a bacteriemia secundaria a estas infecciones es alta y, por lo tanto, las medidas de cuidado para los catéteres tunelizados deben ser extremas en las unidades de hemodiálisis.

Medidas preventivas

Para prevenir brotes asociados con antisépticos/desinfectantes deben seguirse las siguientes recomendaciones:

  1. usar solo antisépticos o desinfectantes registrados y recomendados por Agencias Oficiales de Medicamentos y Productos Sanitarios;
  2. usar todos los antisépticos o desinfectantes a la dilución de uso recomendada y no diluir en exceso los productos;
  3. usar agua estéril para diluir los productos y no usar agua de red (grifo);
  4. usar todos los productos durante los tiempos de contacto recomendados;
  5. no utilizar los productos etiquetados como antisépticos para la desinfección de dispositivos médicos o desinfección de superficies;
  6. seguir los procedimientos recomendados en la preparación de productos para prevenir la contaminación extrínseca;
  7. los dispensadores de pequeño volumen que se vuelven a llenar de recipientes de gran volumen se deben usar hasta que estén completamente vacíos, y luego se deben enjuagar con agua corriente y secar al aire antes de volver a llenarlos;
  8. Conservar las soluciones madre de los productos como se indica en la etiqueta del producto.

Algunas descripciones antiguas publicadas de bacterias presentes en soluciones de antisépticos o desinfectantes

  • Alcoholes:

-        Bacillus cereus causante de bacteriemia, por contaminación intrínseca (1999).

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia por catéter por contaminación a partir del agua de grifo para diluir alcohol para antisepsia cutánea (2004).

  • Clorhexidina:

-        Pseudomonas spp. por rellenado de envases de uso por uso de concentración baja (0,05%) (167).

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia, infecciones urinarias y heridas (1971).

-        Flavobacterium meningosepticum causante de bacteriemia, infección meníngea, heridas, cutáneas, posiblemente por agua contaminada o uso de baja concentración (1:1.000–1:5.000) (1976).

-        Pseudomonas spp., Serratia marcescens, Flavobacterium spp. posiblemente por sobredilución o rellenado de frascos de uso reutilizados (1981).

-        Pseudomonas aeruginosa de heridas por uso de agua de grifo para diluir soluciones stock a baja concentración (0,05%) (1982).

-        Bulkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia, infección de heridas, infecciones urinarias, orales, vaginales, por contaminación de conducciones de agua desionizadas durante dilución a baja concentración (1982).

-        Ralstonia pickettii (antes Pseudomonas pickettii) causante de bacteriemia debida a contaminación de agua bidestilada para dilución a baja concentración (0,05%) (1983).

-        Ralstonia pickettii (antes Pseudomonas pickettii) causante de bacteriemia por contaminación de agua desionizada para diluir a baja concentración (0,05%) (1987).

-        Ralstonia pickettii (antes Pseudomonas pickettii) causante de bacteriemia por contaminación de agua destilada para diluir a baja concentración (0,05%) (1985).

-        Ralstonia pickettii (antes Pseudomonas pickettii) causante de bacteriemia por contaminación de agua destilada utilizada para dilur a baja concentración (0.05%) (2000).

-        Achromobacter xylosoxidans causante de bacteriemia, heridas por contaminación de pulverizador a baja concentración (600 mg/L) (1988).

-        Achromobacter xylosoxidans causante de bacteriemia por contaminación de pulverizador (2005).

-        Serratia marcescens causante de bacteriemias, infecciones urinarias, de heridas, de esputo debida al uso de agua no estéril para diluir al 2% y distribución en envases reutilizados no estériles (1998).

  • Clorhexidina + cetrimida:

-        Pseudomonas multivorans causante de infecciones de heridas debidas al agua de grifo utilizadas para preparar las soluciones stock, concentraciones bajas de 0,05% de clorhexidina y 0,5% de cetrimida (1970).

-        Stenotrophomonas maltophilia (antes Pseudomonas maltophilia) causante de infecciones urinarias, umbilicales, por puntas de catéter y otras, debidas al uso de agua desionizada para preparar soluciones, y al uso de envases contaminados no desinfectados entre usos (1976).

  • Cloroxilenol:

-        Serratia marcescens causantes de infecciones de múltiples localizaciones debidas a contaminación extrínseca de jabones de 1% de cloroxilenol (1997).

  • Cloruro de benzalconio:

-        Pseudomonas spp. causante de bacteriemias debidas a la contaminación durante la conservación so soluciones de cloruro de benzalconio (0,1%) con algodones o gasas (1958).

-        Pseudomonas spp. y grupo Achromobacteriaceae causante de bacteriemias e infecciones urinarias, debidas a la conservación de soluciones de cloruro de benzalconio (0,1 %) con algodón o gasa, o a dilución con agua no estéril (1961).

-        Enterobacter aerogenes causante de bacteriemias, infecciones sinusales, debidas a conservación de soluciones de cloruro de benzalconio (0,13%) con algodón o gasa (1960).

-        Pseudomonas kingii causante de infecciones urinarias por contaminación intrínseca de antisépticos (1969).

-        Pseudomonas EO-1 causante de infecciones urinarias debidas a la contaminación intrínseca de solución limpiadora o antiséptica (1970).

-        Pseudomonas spp. causante de bacteriemia por contaminación intrínseca de soluciones al 0,2% (1976).

-        Bulkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) y Enterobacter spp. causantes de bacteriemias por conservación de soluciones de cloruro de benzalconio con algodón o gasa; por dilución inadecuada; o por conservación en envases no esterilizados (1976).

-        Bulkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia debidas a la conservación de cloruro de benzalconio con bolas de rayón; o por fallos para desinfectar envases de uso (1976).

-        Serratia marcescens infecciones articulares debidas a conservación inadecuada de soluciones de cloruro de benzalconio con algodón o gasa (1987).

-        Serratia marcescens causante de infecciones meníngeas (LCR) por contaminación extrínseca del envase stock (1984).

-        Mycobacterium chelonae causante de absceso cutáneo debido a la conservación de cloruro de benzalconio con algodón o gasa; o a dilución inadecuada (1990).

-        Mycobacterium abscessus causante de infecciones articulares por conservación de cloruro de benzalconio con algodón o gasa; o por dilución con probable agua de red contaminada (2003).

  • Cloruro de benzalconio/picloxidina:

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia, infecciones urinarias, de heridas, esputos debidas a agua contaminada para diluir el antiséptico (1976).

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia, debidas al agua utilizada para diluir el antiséptico (1976).

  • Povidona-iodada:

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemias debidas a contaminación intrínseca de soluciones al 10%, y probable proliferación de B. cepacia en a resina desionizante en el sistema de agua (1981).

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia y de infección peritoneal, debida a contaminación intrínseca (1989; 1991; 1992).

-        Burkholderia cepacia (antes Pseudomonas cepacia) causante de bacteriemia, debida a contaminación intrínseca (1981).

-        Pseudomonas putida causante de bacteriemia e infección por punta de catéter sin causa determinada (2004).

  • Poloxamero-ioduro:

-                  Pseudomonas aeruginosa causante de infección peritoneal y de herida, debida a contaminación intrínseca (1982).

  • Triclosan:

-        Serratia marcescens causante de infección conjuntival debida a contaminación intrínseca (1995).

 

Pruebas realizadas en IVAMI:

  • Cultivo convencional con enriquecimiento previo en medio líquido seguido de aislamiento en placa (recomendado para evitar efecto inhibidor de antiséptico).
  • Diagnóstico molecular (PCR) (recomendado cultivo previo de enriquecimiento).
  • Identificación molecular (secuenciación) (recomendado para determinar la especie de bacteria causal).
  • Comparación molecular de cepas en brotes (MLST: MultiLocus sequencing Typing) (recomendado para contribuir a determinar foco de origen común).

Muestras recomendadas: 

  • Muestra de antiséptico o desinfectante.
  • Cepas aisladas en cultivo para identificación o para comparación epidemiológica de cepas. 

Conservación y envío de la muestra:

  • Para muestras de antisépticos o desinfectantes: temperatura habitual de conservación.
  • Para cepas de cultivos: refrigerada durante menos de 2 días.

Entrega de resultados: 

  • Cultivo convencional con enriquecimiento previo en medio líquido seguido de aislamiento en placa (recomendado para evitar efecto inhibidor de antiséptico): 48 horas en días laborables.
  • Diagnóstico molecular (PCR) (recomendado cultivo previo de enriquecimiento): 24 a 40 horas en días laborables.
  • Identificación molecular (secuenciación) (recomendado para determinar la especie de bacteria causal): 3 a 4 días laborables.
  • Comparación molecular de cepas en brotes (MLST: MultiLocus sequencing Typing) (recomendado para contribuir a determinar foco de origen común): 7 días laborables.

Coste de la prueba:  

  • Cultivo convencional con enriquecimiento previo en medio líquido seguido de aislamiento en placa (recomendado para evitar efecto inhibidor de antiséptico): Consultar a ivami@ivami.com.
  • Diagnóstico molecular (PCR) (recomendado cultivo previo de enriquecimiento): Consultar a ivami@ivami.com.
  • Identificación molecular (secuenciación) (recomendado para determinar la especie de bacteria causal): Consultar a ivami@ivami.com.
  • Comparación molecular de cepas en brotes (MLST: MultiLocus sequencing Typing) (recomendado para contribuir a determinar foco de origen común) (cada cepa comparada): Consultar a ivami@ivami.com.