Fiebre hemorrágica de Crimea-Congo (CCHF: Crimean-Congo Hemorrhagic Fever): diagnóstico molecular (RT-PCR).

Información 06-09-16.

La fiebre hemorrágica de Crimea-Congo (CCHF: Crimean-Congo Hemorrhagic Fever) está causada por un virus con el mismo nombre (CCHFV). Este virus se incluye en la familia Bunyaviridae, género Nairovirus, y se caracteriza por tener un genoma de ARN monocatenario (ss RNA) de signo negativo, dividido en tres segmentos: L, M y S. El segmento L (grande, Large) codifica la ARN polimerasa viral; el segmento M (medio) codifica las glicoproteínas de superficie G1 y G2; y el segmento S (pequeño, Small) codifica la proteína de la nucleocápside (N). Este virus posee una gran variabilidad genética lo que ha hecho considerar la existencia de seis ramas filogenéticas: I, que incluye las cepas de África Occidental (Senegal); II, con las cepas de República Democrática del Congo (y Uganda); III, con las cepas de África del Sur, Occidental y Oriental (Sudáfrica, Nigeria, Sudán); IV, con las cepas asiáticas y de Oriente Medio (China, Pakistán, Irán, Irak, Omán, Uzbekistán y Tajikistán); V, con las cepas europeas (Rusia, Turquía, Kosovo); y VI, con la cepa griega AP92 aislada de la garrapata Ripicephalus bursa.

Las primeras descripciones clínicas de esta enfermedad tuvieron lugar en Crimea (1944) cuando se afectaron unos 200 soldados soviéticos en esta región durante la II guerra mundial. El virus se identificó en 1967, y se encontró que era similar a un virus descrito previamente en el Congo (1956), por lo que se denominó virus de la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo. El virus posee una amplia distribución geográfica: África, Asia, Oriente Medio, Europa Oriental y Sur de Europa. Del Sur de Europa, la región balcánica se considera una región endémica con aparición de casos esporádicos y brotes anuales. En España hemos tenido un primer caso recientemente, con un caso secundario en un sanitario.

Manifestaciones clínicas: se han diferenciado cuatro fases distintas en el curso de la enfermedad: periodo de incubación (entre 3 a 7 días); fase prehemorrágica (4 a 5 días de duración); fase hemorrágica (2 a 3 días de duración); y convalecencia (10 a 20 días de duración). En la fase prehemorrágica inicial, los pacientes  manifiestan un proceso febril de instauración brusca, con fiebre elevada de 39 a 41ºC, escalofríos, cefaleas intensas, malestar general, enrojecimiento facial, mialgias, artralgias, mareos, nauseas, ..., y en la fase hemorrágica, lo más llamativo de esta enfermedad, y por lo que se denomina “fiebre hemorrágica”, son las manifestaciones hemorrágicas cutáneas y mucosas (petequias cutáneas, epistaxis, hematomas, hematemesis, diarreas sanguinolentas, …). La presencia de hemorragias viscerales se considera un signo de mal pronóstico. También se han descrito casos leves en los que no se ha producido ningún tipo de fenómeno hemorrágico. La mortalidad se ha indicado que puede llegar al 30% con márgenes amplios (5 al 60%).

Mecanismos de transmisión: el virus tiene como reservorio a varios tipos de animales (ovejas, cabras, bóvidos, …) y a las garrapatas infectadas. Las garrapatas son el principal mecanismo de transmisión. Se ha señalado a la garrapata Hyalomma spp., como el principal vector, pero el virus se ha encontrado hasta en 31 especies distintas de garrapatas de cinco géneros diferentes, tanto del grupo de las garrapatas duras (Ixodidae: Hyalomma spp., Rhipicephalus spp., Dermacentor spp., Haemaphysalis spp.), como de las garrapatas blandas (Argasididae: Ornithodorus spp.), con prevalencia de infecciones en distintos estudios entre el 0,2 y 33%. 

Durante la enfermedad el virus se encuentra en los fluidos biológicos del paciente (sangre, saliva, secreciones respiratorias, orina, …), por lo que es frecuente la transmisión  interhumana. Esta forma de contagio interhumano se ha encontrado con frecuencia en el personal sanitario que atiende a los pacientes, pero también en los familiares que han estado en contacto con el paciente en su domicilio.

Otra forma de contagio es por contacto con animales infectados o sus tejidos, por lo que debe evitarse el contacto con la sangre o tejidos de ganado virémico. Además, existen infecciones ocasionales como las debidas a la ingestión de productos cárnicos crudos de animales infectados (por ej., ingestión de hígado crudo en Sudán).

Por las razones expuestas, se consideran grupos de riesgo preferentes los pastores, granjeros, veterinarios, personal sanitario y soldados.

Tratamiento antiviral: se ha utilizado ribavirina, aunque no se conoce el mecanismo de acción frente al virus y se carece de ensayos clínicos randomizados que avalen su utilidad, pero se han observado efectos en estudios observacionales. Cuando se utiliza debe administrarse al comienzo de la enfermedad.

Medidas de protección: para evitar el contagio interhumano se recomienda utilizar mascarilla, gafas protectoras, doble par de guantes y bata impermeable.

Métodos de diagnóstico posibles:

• Diagnóstico molecular: actualmente es el método más recomendado mediante pruebas de RT-PCR simple, de RT-PCR anidada (nested), o de RT-PCR en tiempo real. La ventaja de este método reside en su rapidez y en el menor grado de riesgo para el personal técnico, ya que las muestras se inactivan para purificar el ARN. El problema más importante a tener en cuenta para el diagnóstico molecular es la elevada variabilidad genética de este virus, por lo que deben utilizarse cebadores (primers) capaces de unirse a las secuencias de las cepas existentes en la región donde se sospeche que ha ocurrido la infección (ver previamente los comentarios sobre las seis ramas filogenéticas descritas).

• Detección de antígeno viral por EIA: no utilizado habitualmente, por no disponerse de equipos diagnósticos de enzimoinmunoanálisis en los lugares necesarios, además de conllevar el riesgo para el personal al manipular las muestras. 

• Detección de anticuerpos (diagnóstico serológico): la detección de anticuerpos de clase IgM al principio de la enfermedad suele se realizada en muchos lugares donde no se dispone de métodos moleculares. La detección de anticuerpos de clase IgG suele ser negativa cuando el paciente se encuentra en la fase prehemorrágica o hemorrágica.

• Aislamiento en cultivo del virus: el aislamiento del virus es posible, pero no se recomienda habitualmente por los riesgos que conlleva de exposición para el personal técnico.

Pruebas realizadas en IVAMI:

• Diagnóstico molecular (RT-PCR) en muestra obtenida en la fase inicial de la enfermedad.

• Diagnóstico molecular de infección en garrapatas mediante RT-PCR.

Muestra recomendada:

• Diagnóstico clínico de enfermos o contactos: sangre completa o suero separado de la sangre, recogido en tubo hermético y protegido situándolo dentro de un segundo tubo externo de material plástico.

• Detección de infección en garrapatas: garrapatas capturadas.

Conservación y envío de la muestra:

• Refrigerada (preferido) durante menos de 2 días.

• Congelada: más de 2 días.

Plazo de entrega:

• Diagnóstico molecular: menos de 24 horas.

Coste de la prueba:  

• Consultar a ivami@ivami.com